Ich habe kürzlich im Rahmen eines sehr langen und intensiven Experiments zum ersten Mal RNA aus sich entwickelnden Pflanzenblättern extrahiert. Die Proben waren aufgrund des Aufwands, der für ihre Gewinnung aufgewendet wurde (Tausende von winzigen Blättern, eines von jeder Pflanze, um die erforderliche Masse zu erhalten), äußerst wertvoll.
Ich habe die RNA mit TRIzol und Chloroform extrahiert. Nanodrop zeigte eine hervorragende Ausbeute, wie man es für aktiv wachsendes junges Gewebe erwarten würde, aber einige der Proben hatten wirklich niedrige 260/230-Verhältnisse. Ich weiß, dass dies auf eine Phenol- oder Salzkontamination hindeutet, aber was kann ich tun, um die Proben zu reinigen, ohne dass etwas von der wertvollen RNA verloren geht? Und wie kann ich die Kontamination in Zukunft vermeiden?
Sie können Phenol reinigen, indem Sie mit Chloroform waschen und dann eine Isopropanol-Fällung durchführen, gefolgt von einer 75%igen EtOH-Waschung (lassen Sie es mich wissen, wenn Sie ein genaues Protokoll wünschen).
Um Kontamination (und Probenverlust) zu vermeiden, müssen Sie beim Pipettieren akribisch sein (was Sie mit Übung besser werden). Sie können immer diese Phase-Lock-Röhrchen verwenden, die im Grunde ein festes Gel zwischen der wässrigen und der organischen Phase einklemmen, sodass es viel einfacher zu pipettieren ist.
Eine Ethanolfällung sollte funktionieren. Aber ich hatte große Erfolge mit den Qiagen RNA-Reinigungssäulen, die meiner Meinung nach einfacher sind. Hier ist eine URL, um die von Qiagen angebotenen RNA-Reinigungssäulen anzuzeigen: http://www.qiagen.com/products/rnacleanupconcentration/default.aspx
Auch in Zukunft sollten Sie den Einsatz von PhaseLock Röhrchen in Erwägung ziehen:
Das hat mich viele Male davor bewahrt, genau dein Problem zu haben.
Rik Smith-Unna
jp89
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bobthejoe
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